Equipe 5 – Christian POÜS

Mécanismes cellulaires et moléculaires de l’adaptation au stress


Activités de recherche

Notre équipe étudie les mécanismes moléculaires et cellulaires qui permettent l’adaptation des cellules épithéliales humaines à différents stress qui peuvent être rencontrés au sein de l’organisme, et notamment au niveau du foie. Nous étudions comment ses processus sont coordonnés dans l’espace et dans le temps et comment une adaptation excessive peut favoriser une survie cellulaire nocive pour l’individu.

Actuellement nous travaillons sur 2 grands axes :
– Le rôle du cytosquelette et des organelles lors de stress hépatiques.
– L’étude des glycoprotéines circulantes produites par le foie dans les maladies congénitales de la glycosylation (CDG).

Dans les 2 axes, notre objectif général est d’identifier de nouveaux biosenseurs/biomarqueurs de stress et cibles/outils thérapeutiques.

Schéma B. BENOIT (Biorender)

Les cellules du foie sont soumises à des stress infectieux, métaboliques, ioniques, mécaniques, thermiques, médicamenteux ou environnementaux.
On retrouve ainsi du stress oxydant (lié au vieillissement ou à des maladies), du stress osmotique et ionique, la privation en oxygène ou en nutriments (ischémie, cancer), l’accumulation de lipides (stéatose), la compression (fibrose, MASH), l’hypothermie (conservation des greffons), les chimiothérapies anticancéreuses (médicament), les nanoparticules (environnement), du stress Golgien (CDGs), ect.

Les thématiques

Le cytosquelette : un senseur de stress et médiateur moléculaire des réponses cellulaires

Les cellules humaines possèdent un cytosquelette, une structure dynamique et complexe, qui intervient dans la forme 3D cellulaire, la rigidité, la polarité, l’adhérence, la division, la migration mais aussi la détection et la réponse aux stresses cellulaires.

Le cytosquelette est constitué de quatre composants principaux, qui sont les microfilaments d’actine, les microtubules, les filaments intermédiaires et les filaments de septine.
Ces filaments peuvent interagirent entre eux et sont régulés par de nombreuse protéines, incluant des modificateurs post-traductionnels, pour assurer les multiples fonctions physiologiques mais aussi pour s’adapter à différents stress cellulaires.

Schéma : B. BENOIT (Biorender) et image : A. BAILLET

Relocalisation des septines et chimiorésistance aux taxanes

Les taxanes sont des déstabilisateurs connus des microtubules utilisés pour le traitement des cancers du sein, de l’ovaire et de la prostate. Leur efficacité avérée est cependant limitée par des risques de chimiorésistances innées ou acquises.
Nous avons révélé que lors de résistance aux taxanes, les filaments de septines se relocalisent des fibres de stress d’actine vers les microtubules. Ce remaniement général du cytosquelette requiert la présence de l’isoforme 1 de la septine 9 et est associé à la polyglutamylation de la tubuline, pour préserver la dynamique des microtubule, la prolifération cellulaire et donc la chimiorésistance.
Le rôle précoce de l’inactivation de Cdc42 et de la dégradation des protéines BORGs par le protéasome dans ce remaniement, ouvre des perspectives pour développer de nouveaux biomarqueurs de la chimiorésistance. La découverte de ce mécanisme de résistance révèle de nouvelles cibles thérapeutiques potentielles pour éventuellement permettre une utilisation plus générale des taxanes, comme par exemple dans des cancers agressifs et multirésistants tels que les hépatocarcinomes (CHCs) .

Contact : Dr Anita BAILLET, Pr Christian POÜS

Publications : Froidevaux-Klipfel et al., Proteomics 2011, Froidevaux-Klipfel et al., Oncotarget 2015, Targa et al., Cell Death & Disease 2019, Salameh et al., Current Biology 2021
Revues : Baillet et al., Journal of Cell Science 2021, Benoit et al. Frontiers in Cell and Developmental Biology 2023
Schéma : B. BENOIT (Biorender), image : B. BAILLET

Kinase de stress JNK et dynamique microtubulaire

La kinase de stress JNK est connue pour stabiliser les microtubules dans les neurones et pour réguler le transport moléculaire en phosphorylant des protéines microtubulaires, incluant des moteurs moléculaires.
Nous avons montré que JNK régule aussi la dynamique microtubulaire des cellules épithéliales, en phosphorylant CLIP-170 sur 3 sites consensus (T25, T45 et S147). CLIP-170 est une protéine qui se lie à l’extrémité « plus » en croissance des microtubules (+TIP) et forme des points de rétention transitoire à l’arrière des comètes, au niveau des défauts microtubulaires. Cette protéine a deux fonctions connues, l’une dans le recrutement sur l’extrémité ‘plus’ des microtubules du moteur moléculaire Dynéine associé à ses cargaisons et l’autre dans la stimulation des évènement de sauvetage (repolymérisation) des microtubules.
En condition de stress (antibiotique, osmotique ou UVC), la protéine CLIP-170 est phosphorylée par JNK et devient un meilleur facteur de sauvetage, se retrouvant plus fréquemment mais moins longtemps au niveau des futurs sites de sauvetage. Ceci révèle que CLIP-170 pourrait être un senseur de stress microtubulaire, éventuellement s’associant aux défauts générés lors de la polymérisation pour initier leur réparation et marquer à cet endroit les futurs sites de sauvetage.
JNK est donc un stimulateur du sauvetage microtubulaire qui pourrait participer dans la résistance aux altérations mécaniques du cytosquelette.

Contact : Dr Béatrice BENOIT, Dr Antoine PILON, Pr Christian POÜS

Publications : Dimitrov et al., Science 2008, De Forges et al., Current Biology 2016, Henrie et al., Journal of Cell Biology 2020
Revues : Benoit et al., International Journal of Molecular Sciences 2021
Schéma : B. BENOIT (Biorender), image : B. BENOI
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Acétylation des microtubules

L’acétylation des microtubules sur la lysine 40 (K40) requiert l’acétyl-transférase alphaTAT1/Mec17 pour réguler la dynamique microtubulaire, la rigidité des microtubules et l’activité des transporteurs moléculaires.
Nous avons montré que l’hyper-acétylation des microtubules est une réponse fréquente à différents stress, retrouvée aussi dans des maladies telles que l’obésité cardiaque, la réactivation virale d’Epstein-Barr par échappement à l’immunité innée et la paraplégie spastique familiale.
Dans ces exemples, cette modification post-traductionnelle altère l’import du glucose, le transport mitochondrial ou neuronal, mais aussi la fission mitochondriale et la mitophagie.
L’acétylation peut donc être utilisée comme un marqueur de stress cellulaire, mais aussi envisagée comme une nouvelle cible thérapeutique.

Contact : Dr Daniel PERDIZ , Pr Christian POÜS

Publications : Mackeh et al., The Journal of Biological Chemistry 2014, Perdiz et al., Cellular Signaling 2017, Plaud et al., Disease Models & Mechanisms 2018, Glon et al., PLOS Pathogens 2021, Renguet et al., Heart & Circulatory Physiology 2022
Schéma : B. BENOIT (Biorender)

Protéines +TIPs et dynamique microtubulaire

Les protéines +TIPs sont des protéines qui s’associent avec les extrémités ‘plus’ des microtubules en croissance. Nous nous sommes intéressés dans des contextes de maladies aux protéines CLIP-170, CLIP-115, CLASP, MCAK, mais aussi à la protéine bactérienne CopN qui coiffe ces extrémités et inhibe la nucléation microtubulaire.
Nous utilisons la microscopie à haute résolution pour imager la structure du cytosquelette.

Contact : Dr Béatrice BENOIT, Dr Anita BAILLET, Pr Christian POÜS

Publications : Froidevaux-Klipfel et al., Oncotarget 2015, Targa et al., Cell Death & Disease 2019, Campanacci et al., PNAS 2019, Ha et al., Nature 2025, Jouchet et al., Nature Photonics 2021, Jouchet et al., ,Philosophical Transaction Royal Society 2022
Review : Benoit & Poüs, Journal of Cell Biology 2019
Schéma : B. BENOIT (Biorender), image : P. JOUCHET

Mitochondries, lysosomes et stress

Les mitochondries et les lysosomes sont non seulement transportés par les microtubules, mais leur dynamique (fusion, fission) et activité dépendent aussi du cytosquelette.
La fragmentation des mitochondries et l’agrégation protéiques sont des marqueurs précoces de stress qui peuvent induire de l’autophagie pour que ces entités cytotoxiques soit dégradées et recyclées par les lysosomes. Des dérégulations de ces processus sont retrouvées dans des maladies.

Contact : Dr Daniel PERDIZ, Pr Christian POÜS

Publications : Perdiz et al., Cellular Signaling 2017, Perdiz et al., Chemosphere 2019, Glon et al., PLOS Pathogens 2021, Vilmen et al., Autophagy 2021
Chambraud et al., Autophagy 2021
Schéma : B. BENOIT (Biorender), image : D. PERDIZ

Les biomarqueurs circulants des CDGs : des glycoprotéines poly-modifiées dans l’appareil de Golgi hépatocytaire

Les désordres congénitaux de glycosylation (CDGs) sont un groupe de maladies rares causées par des défauts de glycosylation hérités. Les patients présentent de nombreux symptômes plus ou moins sévères qui varient d’un individu à l’autre, rendant le diagnostic difficile.
La glycosylation consiste en l’assemblage et l’ajout de chaînes saccharidiques, appelées glycanes, sur des protéines ou des lipides. Elle nécessite l’activité de nombreuses enzymes, dont beaucoup sont localisées dans l’appareil de Golgi et requièrent le bon fonctionnement de ce compartiment et des transporteurs/canaux associés.
Les molécules glycosylées sont fréquemment adressées à la membrane plasmique des cellules ou sécrétées dans le milieu extra-cellulaire. On retrouve donc de nombreuses protéines glycosylées dans les matrices extra-cellulaires, mais aussi dans le sang, l’urine ou la salive. Parmi les glycoprotéines circulantes sanguines, synthétisées par les hépatocytes au niveau du foie, la Transferrine, l’ApoC-III et la Bikunine sont facilement accessibles pour rechercher des défauts de glycosylation lors du diagnostic des patients porteurs de CDG ou LK (Linkéropathie).

Contact : Dr Arnaud BRUNEEL, Pr Christian POÜS
https://www.cdg-bichat.com/

Publications : MGM Rep 2021, CCA 2021, J Thromb Haemost 2023, Haematologica 2018, Electrophoresis 2018, J chromato 2018,
CCA 2018, Brain 2022, Nature Comm 2018, Hum Mut 2021
Revues : BBA Gene Subj 2020, Gene 2021
Schéma : B. BENOIT (Biorender), image : A. BRUNEEL

Les gènes altérés dans les CDGs

Des anomalies de glycosylation sont observées lorsque le métabolisme/transport des sucres est altéré (mannose phosphate isomérase MPI, phosphomannomutase PMM2 ou glucose G6PT transporteur), ou lorsque que le transport ionique et le pH golgien sont affectés (Mn2+/H+ TMEM165 transporteur, V-ATPase pompe à proton).
Suivant les mutations, les patients présentent des défauts hépatiques plus ou moins sévères, avec des taux de transaminases élevées et des troubles de la coagulation (G6PT, TMEM65, V-ATPase), des hépatomégalies associées à de la fibrose (MPI) et éventuellement des cholestases et stéatoses qui peuvent évoluer vers de la cirrhose (V-ATPase).
D’autres symptômes sont aussi possibles, notamment des symptômes cérébraux et/ou osseux (PAPS SLC35B2 transporteur affectant la sulfation de protéoglycanes de la matrice extra-cellulaire, pompe V-ATPase, Ca2+ SLC10A7 transporteur de la membrane plasmique, PMM2 phosphomannomutase, Mn2+/H+ TMEM165 transporteur).
La prise en charge médicale repose sur l’utilisation des marqueurs hépatiques circulants (Transferrine, ApoC-III et Bikunine) pour orienter le diagnostic du type de CDG puis l’analyse génétique.
Pour les patients MPI ou TMEM65, des supplémentations en mannose ou Mn2+/galactose respectivement permettent de restaurer un niveau de glycosylation normal et d’atténuer les symptômes cliniques.

Publications : JJMD 2020, CCA 2021, AJHG 2021, JIMD 2020, Trans Res 2024, Mol Gen Metab 2018, CCA 2021,
Mol Gen Met 2018, CCA 2021
Revues : JJMD 2020 Guideline, PNDS protocole national diagnostic et soin, The Conversation 2024
Schéma : B. BENOIT (Biorender), image : A. BRUNEEL

Membres de l’équipe

EnseignaNts-chercheurs

Pr Christian POÜS
PU-PH
Faculté Pharmacie
Université Paris-Saclay
AP-HP Biochimie Antoine-Béclère
christian.pous@universite-paris-saclay.fr

Pr Antoinette LEMOINE
PU-PH
Oncogénétique
Université Paris-Saclay
AP-HP Biochimie
Paul-Brousse
antoinette.lemoine@universite-paris-saclay.fr

Dr Anita BAILLET
MCF
Faculté Pharmacie
Université Paris-Saclay
anita.baillet@universite-paris-saclay.fr

Dr Arnaud BRUNEEL
MCU-PH
Faculté Pharmacie
Université Paris-Saclay
AP-HP Biochimie
Bichat Claude-Bernard
arnaud.bruneel@universite-paris-saclay.fr

Dr Béatrice BENOIT
MCF
Faculté Pharmacie
Université Paris-Saclay
beatrice.benoit@universite-paris-saclay.fr

Dr Séverine LORIN
MCF
Faculté Pharmacie
Université Paris-Saclay
severine.lorin@universite-paris-saclay.fr

Dr Najet MEJDOUBI-CHAREF
MCF
Faculté Pharmacie
Université Paris-Saclay
najet.mejdoubi-charef@universite-paris-saclay.fr

Dr Daniel PERDIZ
MCF
UFR Pharmacie
Université Paris-Saclay
daniel.perdiz@universite-paris-saclay.fr

Dr Antoine PILON
MCU-PH
UFR Pharmacie
Université Paris-Saclay
AP-HP Biochimie
Saint-Antoine
antoine.pilon@universite-paris-saclay.fr

PersonNels techniqueS

Isabelle CANTALOUBE
Assistante ingénieure
UFR Pharmacie
Université Paris-Saclay
isabelle.cantaloube@universite-paris-saclay.fr

Ameetha RATIER
Technicienne
UFR Pharmacie
Université Paris-Saclay
ameetha.ratier@universite-paris-saclay.fr

Leila DJAMBAE
Agent technique CDD
UFR Pharmacie
Université Paris-Saclay
leila.djambae@universite-paris-saclay.fr

Hadidja MDAHOMA
Agent technique CDD
UFR Pharmacie
Université Paris-Saclay
hadidja.mdahoma@universite-paris-saclay.fr

Masters, doctorants et post-doctorants

Samra OUARAS
Doctorante
ED ITFA
Université Paris-Saclay
AP-HP Biochimie Antoine-Béclère
samra.ouaras@universite-paris-saclay.fr

anciens membres

Elise JACQUIN
MCF
2020-2023

Dr Jocelyne HAMELIN
MCU-PH
2015-2024



Dr Maya TALANTIKE
Postdoctorante Saclay
2017-2018

Dr Dalal DOUAIHY
Postdoctorante Saclay
2018-2019


Benjamin TARGA
Doctorant
ED 569 ITFA
2013-2016

Hélène HENRIE
Doctorante
ED 569 ITFA
2014-2017

Joelle SALAMEH
Doctorante
ED 569 ITFA
2017-2021

Walid HAOUARI
Doctorant
ED 569 ITFA
2018-2021


Mélanie QUESNOIST
Doctorante
2007

Julien GUSTINIANI
Doctorant
2008

Vanessa DAIRE
Doctorante
2009

Camille GEERAERT
Doctorante
2010

Laurence FROIDEVAUX-KLIPFEL
Doctorante
2011

Rafah MACKEH
Doctorante
2013


Claude MARIETTE
Agent technique

Mariem KHAMARI
Agent technique

Théo PUTIGNY
Agent technique

Jennifer JOACHIM
Agent technique

Ingrid LEROY-GORI
Technicienne

Dominique LIGARIUS
Agent technique

Alexis VANDENBERGHE
Agent technique

Bamba TRAORE
Agent technique
départ 2022

Sara MERABET
Agent technique
départ 2022

Publications

2023 – FACULTE PHARMACIE
2023 – CHB
2022 – FACULTE PHARMACIE
2022 – CHB

2021 – FACULTE PHARMACIE
2021 – CHB
2020 – FACULTE PHARMACIE
2020 – CHB
2019 – FACULTE PHARMACIE
2019 – CHB
2018 – FACULTE pharMacie
2018 – CHB
2017 – FACULTE pharMacie
2017 – CHB
2016 – FACULTE pharMacie
2016 – CHB
2015 – FACULTE pharMacie
2015 – CHB

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